Lymphoproliferative Erkrankungen

bei Gesunden nicht nachweisbar

V. a. Haarzellleukämie, oder bestimmte solide Tumoren, wie Malignes Melanom, papilläres Schilddrüsenkarzinom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Tumormaterial: unfixiert z. B. in NaCl

Die BRAF V600E-Mutation findet sich bei Haarzellleukämie und in variablem Prozentsatz bei verschieden soliden Tumoren, insbesondere beim Malignen Melanom.

1x/Woche

Somatische FBXW7-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung der Exons 9 bis 11

V. a. T-lymphoblastische Leukämie (T-ALL), oder im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

FBXW7 auf Chromosom 4q31.3 kodiert für ein Protein, das Bestandteil des SCF-Ubiquitin-Ligase-Komplexes ist, der für die kontrollierte Degradation wichtiger Transkriptionsfaktoren, Zellzyklus-Regulatoren und potentieller Onkogene zuständig ist. FBXW7 wirkt damit als Tumorsuppressor.
Somatische FBXW7-Mutationen finden sich in einem weiten Spektrum von soliden Tumoren und hämatologischen Malignomen. Die Mutationen sind meist in der N-terminalen WD40-Domäne lokalisiert (Exons 9-11) und betreffen meist Arginin (R)-Positionen. Sie führen in der Regel zu einer funktionellen Beeinträchtigung des SCF-Ubiquitin-Ligase-Komplexes.
T-ALL-Patienten mit FBXW7-Mutationen weisen eine eher günstigere Prognose auf.

1x/Woche

Hypermutiert

Chronische lymphatische Leukämie (CLL) zur Prognoseabschätzung und Therapieplanung.

Probenstabilität: 5 Tage
Transporttemperatur: Raumtemperatur

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Unter physiologischen Bedingungen findet in der Endphase der B-Lymphozytenreifung ein Prozess statt, der als somatische Hypermutation (SHM) bezeichnet wird. Hierbei werden scheinbar zufallsgesteuert Nukleotide im Bereich der variablen (V-) oder joining (J-) Genregionen des VDJ-rearrangierten Immunglobulin-Schwerketten-Genlocus (IGH) ausgetauscht. Der biologische Zweck dieser somatischen Hypermutation ist der, dass die Antigenavidität von B-Lymphozyten systematisch variiert und durch darauffolgende klonale Auslese optimiert werden soll.

In verschiedenen klinischen Studien wurde nachgewiesen, dass CLL-Patienten mit mutiertem IGHV besser auf eine Chemoimmuntherapie ansprechen, während CLL-Patienten mit unmutiertem IGHV ein kürzeres krankheitsfreies Überleben, ein schlechtes Ansprechen auf Chemo(immun-)therapie und ein kürzeres Gesamtüberleben aufweisen. Die Präsenz eines somatisch hypermutierten IGHV ist ein prädiktiver Faktor für einen milderen und klinisch benigneren Verlauf einer CLL.

Als pathophysiologische Erklärung hierfür wird gängig angeführt, dass hypermutierte B-Zellen den Prozess der Keimzentrumsreifung hinter sich gebracht haben, während das bei ersteren nicht der Fall ist (PMID: 33054046, PMID: 23091163).

Eine kürzlich formulierte alternative Erklärung (PMID: 30114695) ist die, dass hochproliferative (malignere) Lymphozytenklone bevorzugt den DNA-Reparaturmechanismus der homologen Reparatur (homology-directed repair, HDR) verwenden, der in der S/G2-Phase aktiv ist. Niedrigproliferative (benignere) Lymphoyztenklone greifen dagegen überwiegend den DNA-Reparaturmechanismus der Nicht homologen End-zu-End-Verknüpfung (non-homology end joining, NHEJ) zurück, der während aller Zellzyklusphasen aktiv ist. Der HDR-Mechanismus ist wesentlich präziser, da er auf Basis einer Vorlage (template) operiert und führt dazu, dass die durch die SHM eingebrachten Nukleotidmutationen wieder „ausgebessert“ werden. Nach dieser Hypothese wäre der IGHV-Mutationsstatus damit also ein Surrogatmarker für die proliferative Aktivität des Lymphozytenklons.

keine Mutation nachweisbar

Methode: DNA-Sequenzierung aller kodierenden Genabschnitte.

Erweiterte Diagnostik bei lymphatischen und myeloischen Neoplasien

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

KDM6A auf Chromosom Xp11.3 kodiert für eine Histon-Lysin-Demethylase.

Hereditäre KDM6A-Mutationen führen klinisch zum Phänotyp eines Kabuki-Syndroms (PMID 23913813).
Somatische KDM6A-Mutationen wurden bei verschiedenen soliden Tumoren sowie hämatologischen Malignomen gefunden. Die höchste Frequenz fand sich mit etwa 10 % beim Multiplen Myelom.

Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen KDM6A-Mutationen sind bisher nicht bekannt.

 bei Bedarf

bei Gesunden nicht nachweisbar

V. a. Burkitt-Lymphom, Burkitt-Typ-Leukämie (L3-ALL, reifzellige ALL) oder
Diffus großzelliges B-NHL,
selten auch beim Multiplen Myelom

Bei gesicherter leukämischer Ausschwemmung ggf. auch peripheres Blut (10 ml) oder unfixiertes Tumorgewebe b.B. Lymphknotengewebe in NaCl-Lösung einsendbar.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

MYC-Translokationen sind typisch für das Burkitt-Lymphom, allerdings auch bei anderen lymphatischen Neoplasien gelegentlich zu finden.

täglich

keine Mutation nachweisbar

Die MYD88 L265P-Mutation findet sich bei der großen Mehrheit der Fälle von Morbus Waldenström, seltener auch bei anderen Lymphomen. Die Diagnostik ist zur differenzialdiagnostischen Abklärung zu empfehlen beim Vorliegen einer monoklonalen Gammopathie Typ IgM. Die Diagnostik kann prinzipiell aus peripherem Blut erfolgen, da die Bestimmungsmethode sehr sensitiv ist (Nachweisgrenze unter 0,1 %) und sich daher auch bei geringer Ausschwemmung ein positiver Klon nachweisen lässt. Falls jedoch ohnehin das Knochenmark untersucht werden soll, ist Knochenmark als Untersuchungsmaterial vorzuziehen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis der MYD88 L265P-Mutation spricht für das Vorliegen eines Klon im Sinne einer lymphoproliferativen Erkrankung.

Auch bei einem kleinen Prozentsatz der Fälle von Monoklonaler Gammopathie unklarer Signifikanz (MGUS) ist die MYD88 L265P-Mutation nachweisbar.

Somatische NOTCH1-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung der Exons 26-28 und 34

V. a. chronische lymphatische Leukämie (CLL) oder T-lymphoblastische Leukämie (T-ALL), oder im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

NOTCH1 auf Chromosom 9q34.3 kodiert für ein transmembranäres Rezeptorprotein aus der NOTCH-Familie. Diese Gen-Familie umfasst vier Rezeptoren, die eine Rolle bei Zell-Zell-Interaktionen spielen.
Somatische NOTCH1-Mutationen finden sich bei verschiedenen hämatologischen Malignomen, so unter anderem in etwa der Hälfte der Fälle von T-lymphoblastischer Leukämie (T-ALL), und in ca. 5-10 % der Fälle von chronischer lymphatischer Leukämie (CLL). Auch bei myeloischen Erkrankungen wie CMML wurden vereinzelt NOTCH1-Mutationen beschrieben.
Die Mutationen betreffen in der Regel die C-terminale PEST-Domäne (Exon 34) bzw. die Heterodimerisierungs-Domäne (HD, Exons 26-28). HD-Mutationen sind i. d. R. in-frame, während PEST-Mutationen meist frameshift- oder nonsense-Mutationen sind. Beide führen zu einer konstitutiven Aktivierung des Notch-Signalweges.
 Bei CLL wurde am häufigsten eine ‚CT‘-Deletion (p.2515fs4) in der PEST-Domäne beschrieben.
Verschiedene Arbeiten  beschrieben ein schlechteres Ansprechen auf eine Anti-CD20-basierte Therapie und eine ungünstigere Prognose für CLL-Patienten mit NOTCH1-Mutationen (siehe z. B. PMID 26181643, 22077063).
Bei T-ALL treten NOTCH1-Mutationen häufig vergesellschaftet mit FBXW7-Mutationen auf und betroffene Patienten haben eine günstige Prognose.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Methode: DNA-Sequenzierung von Exon 21 aus CD8+ -angereicherten Zellen

Verdacht auf T-LGL-Leukämie (T-Zell large granular lymphocyte-Leukämie). Die T-LGL-Leukämie ist eine seltene lymphproliferative Erkrankung von aktivierten zytotoxischen T-Zellen. Die T-Zellen zeigen einen CD3+CD8+CD57+ Immunphänotyp und häufig eine charakteristische Morphologie. Die klinischen Erscheinungsformen sind vielfältig. Die T-LGL-Leukämie findet sich häufig assoziiert mit Autoimmunphänomenen, z. B. Zytopenien oder rheumatoider Arthritis. In einem Teil der T-LGL-Proliferationen wurden Mutationen in der Src-Homologie-Domäne 2 (SH2) von STAT3 nachgewiesen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis einer Mutation beweist das Vorliegen einer klonalen Lymphoproliferation, vereinbar z.B. mit einer LGL-Leukämie.

keine Mutation nachweisbar

Chronische lymphatische Leukämie, akute myeloische Leukämie, Myelodysplastisches Syndrom, spezielle solide Tumorerkankungen

Tumormaterial (möglichst frisch und unfixiert, ggf. Formalin-fixiert), bei hämatologischen Neoplasien sollte das Material einen möglichst hohen Gehalt an maligenen Zellen haben.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das Tumorsuppressor-Protein p53 spielt eine zentrale Rolle als „guardian of the genome“. Zellulärer Streß, wie DNA-Schädigung, Onkogen-Aktivierung, Hypoxie o. a. führt zur Aktivierung von p53. Letztere führt dann zur Induktion verschiedener zellulärer Kontext-abhängiger Antworten, wie Apoptose-Induktion, Zellzyklusarrest, Seneszenz, etc. Bei vielen malignen Erkrankungen finden sich Mutationen im Gen TP53 auf Chromosom 17p13, das für p53 codiert. Bei chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) gibt es besondere Therapieempfehlungen für  Patienten mit TP53-Mutationen. Eine molekulare Testung auf TP53-Mutationen sollte mit einer zytogenetischen (FISH)-Testung auf 17p-Deletion verbunden sein um damit eine mögliche TP53-Deletion zu erkennen (separate Einsendung in die Zytogenetik).

Das TP53-Gen umfasst 11 Exons, die für 393 Aminosäuren kodieren.
In den Exons 4-8 finden sich überwiegend (>80 %) missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche).
In den übrigen Exons machen dagegen frameshift– und nonsense-Mutationen (Leserahmen-Verschiebungen, Stopcodons) etwa die Hälfte aller gefundenen Mutationen aus.
Die 10 bei Tumoren global am häufigsten mutierten Aminosäure-Positionen sind die folgenden (in absteigender ungefährer Häufigkeit): R248, R273, R175, G245, R282, R249, R213, Y220, C176, H179. Zusammen machen sie mehr als 95 % der gefundenen Mutationen aus und führen alle zu einer praktisch kompletten funktionellen Inaktivierung des TP53-Proteins.

Bei hämatologischen Erkrankungen (CLL, AML, B-NHL, …) finden sich TP53-Mutationen in etwa 5-10 % der Fälle.
Im Allgemeinen gelten TP53-Mutationen als prognostisch ungünstig.

Sequenzierung der Exons 2-11