Myeloische Neoplasien

somatische BCR::ABL1-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

Chronische myeloische Leukämie (CML) oder BCR::ABL1-positive akute lymphatische Leukämie (ALL) wenn es unter Therapie mit Tyrosinkinase-Inhibitoren (TKI) zu einem deutlichen Anstieg des BCR::ABL1-Transkriptniveaus (um mindestens etwa eine Größenordnung) kommt, oder wenn bestimmte Therapie-Zielmarken (s. u.) nicht erreicht werden. Bei CML-Erstdiagnose wird eine BCR::ABL1-Sequenzierung nur im Falle einer Blastenkrise oder akzelerierten Phase empfohlen. Bei ALL-Erstdiagnose wird ebenfalls keine BCR::ABL1-Sequenzierung empfohlen.

Die optimalen Therapieziele für das BCR::ABL1 Niveau unter TKI-Therapie sind (European Leukaemia Net, 2013):
– nach 3 Monaten <= 10 %
– nach 6 Monaten <= 1 %
– nach 12 Monaten <= 0,1 % („major molecular remission“, MMR)

Das suboptimale Therapieansprechen ist definiert durch folgende BCR::ABL1-Niveaus:
– nach 3 Monaten > 10 %
– nach 6 Monaten 1 – 10 %
– nach 12 Monaten >0,1 – 1 %

Das Therapieversagen ist definiert durch ein BCR::ABL1-Niveau von:
– nach 6 Monaten > 10 %
– nach 12 Monaten >1 %
– zu jedem späteren Zeitpunkt: bestätigter (!) Verlust einer einmal erreichten MMR

Bei einem suboptimalem Therapieansprechen werden engmaschige Kontrollen des BCR::ABL1-Niveaus mittels quantitativer RT-PCR empfohlen (z. B. monatlich).

Bei Therapieversagen ist zusätzlich eine BCR::ABL1-Sequenzierung sinnvoll.

Probentransport: bei Raumtemperatur

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Im Falle des Nachweises von Mutationen bei CML unter Imatinib-Therapie gibt es folgende Therapieempfehlungen des European Leukemia Net (2011):
– T315I-Mutation: Stammzelltransplantation, Ponatinib oder experimentelle Therapie;
– V299L, T315A, F317L/F317V/F317I/F317C: Wechsel eher auf Nilotinib als auf Dasatinib;
– Y253H, E255K/V, F359V/C/I: eher Dasatinib als Nilotinib.

Folgende TKI-Resistenzen wurden beschrieben (PMID: 32289275; in Klammern: verminderte Wirksamkeit):
– Imatinib: Y253, E255, T315 [M244, L248, G250, Q252, F317, M351, M355, F359, H396]
– Nilotinib: T315 [L248, Y253, E255, F359]
– Dasatinib: T315 [V299, F317]
– Bosutinib: T315, V299 [L248, G250, E255, F317]
– Ponatinib: [T315I, E255]
– Asciminib: A337, W464, P465, V468, I502.

Bei der Auswahl der second line Tyrosinkinaseinhibitoren müssen die individuellen Comorbiditäten bedacht werden.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

ASXL1 auf Chromosom 20q11.21 gehört zu einer Familie von Gerüstproteinen (scaffolding proteins), die an der epigenetischen Regulation der Hämatopoese beteiligt sind.

Mutationen in ASXL1 wurden bei verschiedenen myeloischen Neoplasien beschrieben (akute myeloische Leukämie, Myelodysplastische Syndrome und Myeloproliferative Neoplasien) und finden sich auch bei klonaler Hämatopoese von unbestimmtem Potential (CHIP). Die Mutationen sind typischerweise frameshift– oder nonsense-Mutationen und finden sich praktisch ausschließlich im letzten codierenden Exon. Die Mutationen führen zu einer gestörten Lysin-27-(H3K27)-Tri-Methylierung (PMID 22897849). Die häufigste Mutation bei myeloischen Neoplasien ist c.1934dupG p.G646WfsX12 (PMID 22436456).

ASXL1-Keimbahnmutationen finden sich auch beim Bohring-Opitz-Syndrom (OMIM 605039). Diese Mutationen sind überwiegend, aber nicht nur im letzten Exon lokalisiert.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

ASXL1-Mutationen scheinen bei allen myeloischen Erkrankungen, bei denen sie zu finden sind, mit einer ungünstigen Prognose assoziiert zu sein.

Somatische ATRX-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

Myelodysplastisches Syndrom mit erworbener alpha-Thalassämie oder unerklärter Mikrozytose.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

ATRX auf Chromosom Xq21.1 codiert für eine Helicase, die als Transkriptionsfaktor wirkt.

Hereditäre ATRX-Mutationen führen  zu einem Phänotyp mit alpha-Thalassämie und mentaler Retardierung (PMID: 12858175, OMIM 301040).

Somatische ATRX-Mutationen wurden bei einer kleinen Untergruppe von Myelodysplasie-Patienten mit erworbener alpha-Thalassämie gefunden. Die Frequenz dieser Mutationen lag in einem unselektiven Kollektiv von MDS-Patienten bei ca. 0,5 %, bei MDS-Patienten mit unerklärter Mikrozytose jedoch deutlich höher (PMID: 26017030).
Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen ATRX-Mutationen sind bisher nicht bekannt.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 3-10 und 17-31

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie oder Myelodysplastischem Syndrom, bzw. Aplastischer Anämie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

BCOR auf Chromosom Xp11.3 kodiert für ein Protein, das als Co-Repressor, möglicherweise über Histon-/Protein-Deacetylierung, fungiert.

Hereditäre BCOR-Mutationen führen klinisch zu Störungen der Augenentwicklung bzw. Mikrophthalmie).
Somatische BCOR-Mutationen wurden bei etwa 4 % der Fälle von AML mit normalem Karyotyp (cnAML) sowie Myelodysplastischem Syndrom (MDS) detektiert. Nach bisherigen Daten wiesen cnAML- bzw. MDS-Patienten mit BCOR-Mutationen einen ungünstigeren Verlauf auf (PMID: 22012066, 24047651). BCOR-Mutationen waren häufiger mit DNMT3A-Mutationen assoziiert.

Mutationen in BCOR und im homologen Gen BCORL1 fanden sich zusammengenommen in 7 bis 10 % der Fälle von Aplastischer Anämie.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung aller kodierenden Genabschnitte

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie oder Myelodysplastischem Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

BCORL1 auf Chromosom Xq26.1 kodiert für ein Protein, das genau so wie das verwandte BCOR als Co-Repressor, möglicherweise über Histon-/Protein-Deacetylierung, fungiert.

Hereditäre BCORL1-Mutationen wurden bei Familien geistiger Retardierung beschrieben. Eine ganz klarer Phänotyp ist bisher noch nicht charakterisiert.
Somatische BCORL1-Mutationen wurden bei etwa 4 % der Fälle von AML mit normalem Karyotyp sowie bei unter 1 % der Fälle von Myelodysplastischem Syndrom (MDS) detektiert. Bei den AML-Fällen handelte es sich häufiger um sekundäre AMLs.

Eine eindeutige Einordnung hinsichtlich der prognostischen Bedeutung ist bisher nicht erfolgt.

1X/Woche
DNA-Sequenzierung aller kodierenden Genabschnitte

bei Gesunden nicht nachweisbar

Verlaufsuntersuchung einer bekannt BCR::ABL1-positiven Neoplasie (CML, ALL, AML), in der Regel als Begleituntersuchung zur entsprechenden quantitativen BCR::ABL1 RT-PCR. Bei Erstdiagnose sollte dagegen eine BCR::ABL1-Multiplex-RT-PCR durchgeführt werden. 

Bei chronischer myeloischer Leukämie ist EDTA/Citrat-Blut ausreichend,
bei akuter lymphatischer Leukämie bevorzugt Knochenmark (5 ml).

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die nested PCR für die Transkriptvarianten „Major“ und „minor“ hat eine etwas höhere Sensitivität als die entsprechende quantitative RT-PCR (qPCR), allerdings sind damit keine genauen quantitativen Aussagen möglich. Die nested BCR::ABL1-RT-PCR empfiehlt sich als Begleitprogramm zur qPCR insbesondere dann, wenn das Transkriptniveau niedrig ist.

bei Gesunden nicht nachweisbar

bei akuter lymphatischer Leukämie immer Knochenmark (5 ml)
bei chronischer myeloischer Leukämie ist EDTA-/Citrat-Blut ausreichend

Verlaufsuntersuchung bei vorbekannter BCR::ABL1-positiver Leukämie

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Bei Major-BCR::ABL1-positiver Leukämie wird das BCR::ABL1-Niveau auf der sogenannten internationalen Skala angegeben.

Folgende Therapie-Ziele wurden für die CML formuliert (European Leukaemia Net, 2013)

Die optimalen Therapieziele für das BCR::ABL1-Niveau unter TKI-Therapie sind (European Leukaemia Net, 2013):
– nach 3 Monaten <= 10 %
– nach 6 Monaten <= 1 %
– nach 12 Monaten <= 0,1 % („major molecular remission“, MMR)

Das suboptimale Therapieansprechen ist definiert durch folgende BCR::ABL1-Niveaus:
– nach 3 Monaten > 10 %
– nach 6 Monaten > 1 – 10 %
– nach 12 Monaten > 0,1 – 1 %

Das Therapieversagen ist definiert durch ein BCR::ABL1-Niveau von:
– nach 6 Monaten > 10 %
– nach 12 Monaten > 1 %
– zu jedem späteren Zeitpunkt: bestätigter (!) Verlust einer einmal erreichten MMR

Bei einem suboptimalem Therapieansprechen werden engmaschige Kontrollen des BCR::ABL1-Niveaus mittels quantitativer RT-PCR empfohlen (z. B. monatlich).

Bei Therapieversagen ist zusätzlich eine BCR::ABL1-Sequenzierung sinnvoll.

2x pro Woche

negativ

Bei Erstdiagnose (d. h. Verdacht auf chronische myeloische Leukämie oder B-Vorläufer-akute lymphatische Leukämie, in seltenen Fällen auch akute myeloische Leukämie) sollte eine BCR::ABL1-Multiplex-RT-PCR durchgeführt werden. Damit ist der Nachweis aller bekannten BCR::ABL1-Transkriptvarianten möglich („Major“, „minor“, „micro“, u.a.m.). Ist die Transkriptvariante aus einer Voruntersuchung bereits bekannt, sollte dagegen keine Multiplex-RT-PCR, sondern eine für das jeweilige Transkript spezifische quantitative BCR::ABL1-RT-PCR durchgeführt werden, evtl. ergänzt durch eine für dieses Transkript spezifische nested PCR.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Folgende BCR::ABL1-Transkriptvarianten sind bekannt:
• e13a2, e14a2 („Major“, Fusion von BCR Exon 13 oder 14 mit ABL1 Exon 2)
• e1a2 („minor“, Fusion von BCR Exon 1 mit ABL1 Exon 2)
• e19a2 („micro“, Fusion von BCR Exon 19 mit ABL1 Exon 2)
• atypische Transkripte: e1a3, e13a3, e14a3, e6a2, e8a2, u.a.

In mehr als 95 % der Fälle von CML liegen „Major“-Transkripte vor. In etwa 2/3 der Fälle von ALL im Erwachsenenalter werden „minor“-Transkripte und in ca. 1/3 „Major“-Transkripte detektiert. Bei BCR::ABL1-positiver AML finden sich meist „minor“-Transkripte. Die Verteilung der Transkriptvarianten zeigt eine charakteristische Altersabhängigkeit (PMID 18650471; im Kindesalter ganz überwiegend „minor“-Transkripte). Alle anderen Transkriptvarianten außer „Major“ und „minor“ sind Raritäten. Alle BC::ABL1-Varianten sind grundsätzlich mit den gängigen Tyrosinkinase-Inhibitoren behandelbar.

3x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Verdacht auf Myeloproliferative Neoplasie

In der Regel ist EDTA-Blut als Untersuchungsmaterial ausreichend.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Mutationen im Gen für Calreticulin CALR finden sich in etwa einem Drittel der Fälle von Essentieller Thrombozythämie (ET) oder Primärer Myelofibrose (PMF). Es handelt sich dabei um frameshift-Mutationen im neunten (letzten codierenden) Exon von CALR, die zu einer Verschiebung des Leserasters und damit zu einem veränderten Carboxy-Terminus des CALR-Proteins führen. 
Ganz überwiegend finden sich Typ 1- oder Typ 2-Mutationen. Bei Typ 1 liegt eine 52 bp-Deletion vor (c.1099_1150del52, p.L367fs*46) und bei Typ II eine 5 bp-Insertion (c.1054_1055insTTGTC, p.K385fs*47).
Mutationen in JAK2, MPL und CALR treten praktisch exklusiv voneinander auf. Selten finden sich CALR-Mutationen auch bei anderen myeloischen Neoplasien (MDS, AML). Bei Polyzythämia vera kommen CALR-Mutationen so gut wie nie vor.

Durch Klampfl et al. (2013, PMID: 24325356) wurden insgesamt 36 Mutationen charakterisiert, die wie folgt als Mutationstypen benannt wurden (Genom-Annotation nach hg18):

– Typ 1: c.1092_1143del chr19:12915565_12915616del
– Typ 2: c.1154_1155insTTGTC chr19:12915627_12915628insTTGTC
– Typ 3: c.1095_1140del chr19:12915568_12915613del
– Typ 4: c.1102_1135del chr19:12915575_12915608del
– Typ 5: c.1091_1142del chr19:12915564_12915615del
– Typ 6: c.1094_1139del chr19:12915567_12915612del
– Typ 7: c.1102_1153del chr19:12915575_12915626del
– Typ 8: c.1104_1137del chr19:12915577_12915610del
– Typ 9: c.1140del chr19:12915613del
– Typ 10: c.1154delinsTGTGTC chr19:12915627delinsTGTGTC
– Typ 11 [c.1092G>C;1095_1140del] chr19:12915565G>C; chr19:12915568_12915613del
– Typ 12: c.1098_1131del chr19:12915571_12915604del
– Typ 13: c.1100_1134delinsA chr19:12915573_12915607delinsA
– Typ 14: c.1101_1134del chr19:12915574_12915607del
– Typ 15 [c.1102_1135del;1145C>G] chr19:12915575_12915608del; chr19:12915618C>G
– Typ 16: c.1102_1137delinsCA chr19:12915575_12915610delinsCA
– Typ 17 [c.1104_1137del;1148A>T] chr19:12915577_12915610del; chr19:12915621A>T
– Typ 18: c.1104_1155del chr19:12915577_12915628del
– Typ 19: c.1110_1140del chr19:12915583_12915613del
– Typ 20: c.1118_1136del chr19:12915591_12915609del
– Typ 21: c.1118_1145delinsCGTTTA chr19:12915591_12915618delinsCGTTTA
– Typ 22: c.1120_1123del chr19:12915593_12915596del
– Typ 23: c.1120_1131delinsTGCGT chr19:12915593_12915604delinsTGCGT
– Typ 24: c.1120_1138del chr19:12915593_12915611del
– Typ 25: c.1122_1141delinsA chr19:12915595_12915614delinsA
– Typ 26: c.1122del chr19:12915595del
– Typ 27: c.1123_1125delinsTGTTT chr19:12915596_12915598delinsTGTTT
– Typ 28: c.1131_1152del chr19:12915604_12915625del
– Typ 29: c.1135_1152delinsCCTCCTCTTTGTCT chr19:12915608_12915625delinsCCTCCTCTTTGTCT
– Typ 30: c.1137_1154delinsCCATCCTTGTC chr19:12915610_12915627delinsCCATCCTTGTC
– Typ 31 [c.1151A>G;1154_1155insTTGTC] chr19:12915624A>G; chr19:12915627_12915628insTTGTC
– Typ 32: c.1153_1154delinsTGTC chr19:12915626_12915627delinsTGTC
– Typ 33: c.1154_1155insATGTC chr19:12915627_12915628insATGTC
– Typ 34: c.1154_delinsCTTGTC chr19:12915627delinsCTTGTC
– Typ 35: c.1154delinsTTTGTC chr19:12915627delinsTTTGTC
– Typ 36: c.1155_1156insTGTCG chr19:12915628_12915629insATGTC

Sequenzierung von Exon 9

bei Gesunden nicht nachweisbar

V.a. akute myeloische Leukämie mit abnormen Eosinophilen (AML M4Eo)

EDTA- oder Citrat-Knochenmark
sofern im Blut Blasten nachweisbar sind, ist auch peripheres Blut möglich.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das CBFB::MYH11-Fusionsgen ist das molekulare Korrelat für die Chromosomeninversion inv(16) oder eine Chromosomentranslokation t(16;16). Der Nachweis beweist das Vorliegen einer AML FAB M4Eo.

Je nach genauer Lokalisation der Chromosomenbruchpunkte werden verschiedene chimäre Transkripte gebildet (Notation nach PMID: 7727763):
* Typ A (Fusion von CBFB Exon 5 mit MYH11 Exon 12) in ca 90 %
* Typ D (Exon 5 mit Exon 8) in ca. 5 %
* Typ E (Exon 5 mit Exon 7) in ca. 5 %
Andere Transkriptvarianten sind Raritäten.
Die Transkriptvariate ist von Bedeutung bei Verlaufsuntersuchungen mittels quantitativer RT-PCR, da hier transkriptspezifische RT-PCRs durchgeführt werden.

CBFB::MYH11 definiert einen prognostisch günstigen AML-Subtyp. Häufiger finden sich begleitend Mutationen in folgenden Genen: NRAS (ca. 40 %), KIT (ca. 35 %), FLT3-TKD (ca. 20 %), KRAS (ca. 15 %; Zahlen nach PMID 27895058).

bei Gesunden nicht nachweisbar

Verlaufsuntersuchung bei bekannter CBFB-MYH11-positiver akuter myeloischer Leukämie

EDTA- oder Citrat-Knochenmark, peripheres Blut liefert unsichere Ergebnisse

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

keine Mutation nachweisbar

CBL auf Chromosom 11q23 kodiert für ein Protein, das die Signalübertragung mehrerer Rezeptor-Tyrosinkinasen (R-TK) negativ beeinflusst, indem es diese R-TK der Ubiquitin-abhängigen Degradierung zuleitet. Keimbahnmutationen von CBL prädisponieren zur Entwicklung einer juvenilen myelomonozytären Leukämie (JMML). CBL-Mutationen finden sich in unter 5 % der Fälle von akuter myeloischer Leukämie (AML) und in unter 10 % der Fälle von Myelodysplastischem Syndrom (MDS). Die Mutationen betreffen praktisch ausschließlich die Exons 8 und 9. Indikation: V. a JMML, erweitere Diagnostik bei MDS und AML.

EDTA-Knochenmark (wenn immer möglich) oder EDTA-Blut (nur wenn höherer Anteil an malignen Zellen)

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis einer entsprechenden Mutation bei passender Klinik erhärtet die Verdachtsdiagnose der genannten Erkrankungen. Bei JMML ist auch an eine erweiterte familiäre genetische Diagnostik zu denken.

DNA-Sequenzierung der CBL-Exons 8 und 9

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei myeloischen Neoplasien.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

CBLB auf Chromosom 3q13.11 besitzt hohe Homologie zum Gen CBL und kodiert wie dieses für eine E3 Ubiquitin-Ligase. CBLB spielt eine Rolle bei der Regulation der T-Zell-Aktivierung.

Somatische CBLB-Mutationen wurden in einem kleinen Prozentsatz (unter 5 %) der Fälle von myeloischen Neoplasien (AML, CML, MDS, CMML) beschrieben (PMID:17475912, 20501843).
Die Mutationen sind praktisch ausschließlich in der RING-Finger und Linker-Domäne von CBLB lokalisiert.
Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen CBLB-Mutationen ist bisher nicht bekannt.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 9 und 10

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie oder Myelodysplastischem Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

CBLC auf Chromosom 19q13.32 besitzt hohe Homologie zum Gen CBL und kodiert wie dieses für eine E3 Ubiquitin-Ligase. Die genaue physiologische Rolle von CBLC ist bisher nicht bekannt. Das Gen wird physiologischerweise nur in Epithelzellen exprimiert.

Somatische CBLC-Mutationen wurden in einer Arbeit bei vier AML-Patienten gefunden, wobei die pathogenetische Relevanz unklar war (PMID 19901108).

Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen CBLC-Mutationen ist bisher nicht bekannt.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 9 und 10

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung des gesamten Gens (3 Exons).

Im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie oder einer soliden Tumorerkrankung.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

CDKN2A auf Chromosom 9p21.3 kodiert über verschieden genutzte Leserahmen (unterschiedliche erste Exons, resultierend in „alpha“- und „beta“-Transkripten) zwei Proteine, p16(INK4A) und p14(ARF). Beide sind Tumorsuppressor-Proteine. p16(INK4A) inhibiert die Phosphorylierung von RB1 durch die Cyclin-abhängigen Kinasen CDK4 und CDK6. p14(ARF) bindet an das MDM2-Protein, was zur Stabilisierung von TP53 führt.
In vielen soliden Tumoren (z. B. Malignes Melanom) und hämatologischen Malignomen finden sich CDKN2A-Mutationen oder Deletionen. Eine eventuelle prognostische Bedeutung ist bisher nicht belegt.

Größere partielle oder komplette Deletionen des CDKN2A-Genlocus werden durch diese Untersuchung nicht erfasst. Eine CDKN2A-Deletion kann z. B. mittels Fluoreszenz-in situ-Hybridisierung (FISH) für CDKN2A detektiert werden.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Die CEBPA-Sequenzierung ist nur dann sinnvoll, wenn im Untersuchungsmaterial ein hinreichend hoher Blastenanteil vorliegt.

Akute myeloische Leukämie, insbesondere bei zytogenetisch unauffälligem Karyotyp.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

CEBPA (CCAAT/enhancer-binding protein, alpha) auf Chromosom 19q13.11 kodiert für einen Transkriptionsfaktor, der in vielen Gewebetypen exprimiert wird und in der Myelopoese eine wichtige Rolle spielt. Etwa 5-10 % der AML-Patienten weisen CEBPA-Mutationen auf. Es werden einfach mutierte und doppelt mutierte („biallelische“) Fälle unterschieden. Als prognostisch günstig gilt das Vorliegen mindestens einer Mutation in der carboxyterminalen bZIP-Domäne (Aminosäuren 278 bis 345, PMID 34320176). Die häufigsten Begleitmutationen bei Vorliegen einer CEBPA-Mutation betreffen folgende Gene: GATA2 (ca. 30%, NRAS ca. 30%, WT1 ca. 20%, CSF3R ca. 20%; Zahlen nach PMID 27895058).

Durchführungshäufigkeit: 1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Verdacht auf chronische Neutrophilenleukämie (CNL), eine andere myeloische Neoplasie (atypische CML, CMML, unklassifizierbare Myeloproliferative Neoplasie MPN-U, AML) oder auch unklare Neutropenie. Bei chronischer Neutrophilenleukämie liegen in der Mehrheit der Fälle Mutationen in CSF3R vor. Die Mutationen sind meist gain-of-function-Mutationen in Exon 14 (sogenannte Membran-„proximale“ Mutationen). Am häufigsten wird CSF3R T618I gefunden, seltener T615A. Mutationen im (letzten) Exon 17 („distale“ Mutationen, ab Codon D681) werden auch detektiert (beispielsweise Q741fs, Q749fs, Y752fs, Y752X, Q768fs, D771fs, S783fs, W791X, u. a.). Dabei handelt es in der Regel um loss-of-function-Mutationen (Leserahmenverschiebungen, Stopcodons), die zu einer Trunkierung des zytoplasmatischen Anteils des Proteins führen. Klinisch kann sich das als Neutropenie manifestieren.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis einer entsprechenden Mutation bei passender Klinik erhärtet die Verdachtsdiagnose einer chronischen Neutrophilenleukämie oder einer anderen genetischen Erkrankung. Bei den „proximalen“ Mutationen sollen JAK2-Inhibitoren wirksam sein, bei den „distalen“ Mutationen SRC-Inhibitoren wie Dasatinib (PMID: 23656643).

bei Gesunden nicht nachweisbar

Akute myeloische Leukämie, insbesondere bei zytogenetisch nachgewiesener Translokation t(6;9)(p22;q34) oder charakteristischer Zytomorphologie (Basophilie).

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das Fusionsgen DEK::NUP214 (DEK::CAN) entsteht durch die Chromosomentranslokation t(6;9)(p23;q34), die in etwa 1% aller akuten myeloischen Leukämien zu finden ist.

Der Nachweis des DEK::NUP214-Fusionsgen gilt als prognostisch ungünstig. In mehr als 50 % der Fälle liegt gleichzeitig eine FLT3-Längenmutation vor.

Somatische DNMT3A-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung der Exons 8 bis 10 bzw. 15 bis 23

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

DNMT3A auf Chromosom 2p23.3 kodiert für eine DNA-Methyltransferase, die eine wichtige Rolle bei der epigenetischen Regulation der Hämatopoese spielt. DNMT3A-Mutationen finden sich in etwa 20 % der Patienten mit de novo-akuter myeloischer Leukämie (AML). Die Mutationen finden sich ganz überwiegend bei Patienten mit zytogenetisch intermediärem Risikoprofil und sind in drei funktionellen Domänen lokalisisert: 1. der PWWP-Domäne (Exons 8-10), 2. der ADD-Zinkfinger-Domäne und 3. der C-terminalen Methyltransferase (MTase)-Domäne (Exons 15 bis 23). Die am häufigsten betroffene Aminosäure-Position (in mehr als 50 %) ist R882 in der MTase-Domäne (R882H, R882C, R882P). Meist handelt es sich um missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche), etwas seltener um nonsense-Mutationen (Stopcodons) oder frameshift-Mutationen (Leseraster-Verschiebungen). DNMT3A-Mutationen wurden als frühe Ereignisse in der Entwicklung einer myeloischen Neoplasie beschrieben. DNMT3A-Mutationen sind häufig mit NPM1-Mutationen vergesellschaftet.  Sowohl bei AML als auch bei MDS gelten DNMT3A-Mutationen als prognostisch ungünstig.

Somatische DNMT3A-Mutationen kommen in niedriger Frequenz auch bei klinisch (hämatologisch) gesunden Personen vor. DNMT3A ist das am häufigsten mutiert gefundene Gen bei Patienten mit klonaler Hämatopoese mit undeterminiertem Potential (CHIP). Über alle Altergruppen gemittelt wiesen etwa 1 % aller „Normalpersonen“ eine DNMT3A-Mutation in der Hämatopoese auf. Die Prävalenz war dabei altersabhängig und stieg im höheren Lebensalter stark an.

1x/Woche

ETV6-PDGFRB ist bei Gesunden nicht nachweisbar

V. a. maligne Eosinophilenerkrankung (HES/EOL) oder Myelodysplastisches Syndrom

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

PDGFRB (= platelet-derived growth factor receptor beta) ist eine Rezeptor-Tyrosinkinase aus der ABL-SRC-Familie. Bei einem sehr kleinen Teil der Fälle von Myeloproliferativen Neoplasien (MPN) ist ein Fusionsgen ETV6-PDGFRB (= TEL-PDGFRB) nachweisbar, das durch eine Chromosomentranslokation t(5;12)(q33;p13) zustande kommt. Die betroffenen Patienten weisen in der Regel eine deutliche Eosinophilie auf.
Das Fusionsgen findet sich auch bei einem kleinen Teil der Fälle von MPN/MDS-Mischformen (z. B. CMML) sowie sehr selten bei akuten (myeloischen oder lymphatischen) Leukämien. Die Fusion führt zu einer konstitutiven Aktivierung der PDGFRB-gekoppelten Signalwege.
Therapeutisch ist das Fusionsgen von Interesse, weil sich die Aktivität von PDGFRB sehr gut mit Tyrosinkinaseinhibitoren (Imatinib und verwandten) hemmen lässt.
ETV6-PDGFRB ist das häufigste von mehreren bekannten PDGFRB-Fusionsgenen. Bei diagnostischer Abklärung einer Eosinophilie sollte daher immer auch eine Fluoreszenz-in situ-Hybridisierung (FISH) für PDGFRB (und PDGFRA) durchgeführt werden.

1x/Woche

Somatische ETV6-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung des gesamten Gens

V. a. Myelodysplastisches Syndrom/akute myeloische Leukämie), oder im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

ETV6 (Syn: TEL) auf Chromosom 12p13.2 ist ein Transkriptionsfaktor aus der ets-Familie. ETV6 ist Bestandteil verschiedener Fusionsgene bei myeloischen oder lymphatischen Leukämien (am häufigsten: ETV6-RUNX1 – TEL-AML1 bei ALL). ETV6 fungiert als Repressor gegenüber Genen mit ets-Bindungsdomäne und wirkt so als Tumorsuppressor.
Somatische Mutationen in ETV6 wurden vor allem bei myeloischen Neoplasien beschrieben (AML, MDS) und führten in der Regel zur Inaktivierung des Gens. Bisher ist unklar, ob ETV6-Mutationen bei AML/MDS eine prognostische Bedeutung haben.
Vereinzelt wurden auch hereditäre Fälle von familiärer Thrombozytopenie auf ETV6-Mutationen zurückgeführt.

1x/Woche

Somatische EZH2-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

Verdacht auf Myelodysplastisches Syndrom, B-Zell-Lymphome, T-ALL, seltener Myeloproliferative Neoplasien, akute myeloische Leukämie.. Gelegentlich sind EZH2-Mutationen auch bei anderen myeloischen Erkrankungen (AML, MPN) zu finden.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

EZH2 (enhancer of zeste 2 polycomb repressive complex 2 subunit) auf Chromosom 7q35-q36 codiert für eine Histon-Lysin N-Methyltransferase (H3K27), die an der epigenetischen Regulation der Hämatopoese beteiligt ist. EZH2-Mutationen wurden sowohl bei hämatologischen als auch soliden Malignomen beschrieben. Es gibt zum einen aktivierende Mutationen, die meist die Aminosäureposition Y641 (selten A677, A687) betreffen und vor allem bei Lymphomen (DLBCL vom Keimzentrumstyp, Follikuläre Lymphome) zu finden sind. Zum anderen gibt es inaktivierende Mutationen, die vor allem bei MDS, MPN, sowie MDS/MPN-Mischformen, aber auch T-ALL auftreten. Der Nachweis einer EZH2-Mutation beweist das Vorliegen einer klonalen malignen Zellpopulation (meist MDS, MDS/MPN, MPN, GC DLBCL, Follikuläres Lymphom, T-ALL). In einigen Arbeiten wurden EZH2-Mutationen bei MDS als prognostisch ungünstig bewertet (Bejar et al., NEJM  2011, PMID 21714648; Bejar et al., JCO 2012, PMID 22869879).

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der gesamten codierenden Abschnitte des Gens.

Somatische FBXW7-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung der Exons 9 bis 11

V. a. T-lymphoblastische Leukämie (T-ALL), oder im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

FBXW7 auf Chromosom 4q31.3 kodiert für ein Protein, das Bestandteil des SCF-Ubiquitin-Ligase-Komplexes ist, der für die kontrollierte Degradation wichtiger Transkriptionsfaktoren, Zellzyklus-Regulatoren und potentieller Onkogene zuständig ist. FBXW7 wirkt damit als Tumorsuppressor.
Somatische FBXW7-Mutationen finden sich in einem weiten Spektrum von soliden Tumoren und hämatologischen Malignomen. Die Mutationen sind meist in der N-terminalen WD40-Domäne lokalisiert (Exons 9-11) und betreffen meist Arginin (R)-Positionen. Sie führen in der Regel zu einer funktionellen Beeinträchtigung des SCF-Ubiquitin-Ligase-Komplexes.
T-ALL-Patienten mit FBXW7-Mutationen weisen eine eher günstigere Prognose auf.

1x/Woche

Bei Gesunden nicht nachweisbar.

V. a. maligne Erkrankung mit Eosinophilie

Bei gesicherter Blut-Eosinophilie ggf. auch peripheres Blut (10 ml).

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das chimäre FIP1L1::PDGFRA-Gen entsteht durch eine konventionell-zytogenetisch unsichtbare interstitielle Deletion von etwa 800 kB im Bereich von Chromosom 4q12. Dadurch werden die in diesem Bereich liegenden Gene FIP1L1 und PDGFRA miteinander fusioniert und die Tyrosinkinase-Aktivität von PDGFRA (platelet-derived growth factor receptor alpha) in Folge dereguliert. Auf molekularer Ebene ereignet sich der Chromosomenbruch in PDGFRA-Exon 12 einerseits und im Bereich der FIP1L1 Exons und Introns 9-18 andererseits. Dementsprechend wurden verschiedene Transkriptvarianten beobachtet. Falls nicht direkt die Exons auf genomischer Ebene fusioniert waren, wurde die Intaktheit des Leserahmens im resultierenen chimären Transkript durch die Nutzung alternativer exonischer und/oder intronischer Spleißstellen und/oder Interposition von kryptischen Exons gewährleistet (PMID: 18987651).

Die Aberration findet sich rekurrent bei einem Teil der Patienten mit Hypereosinophilem Syndrom/Eosinophilenleukämie (HES/EOL). Klinisch ist das Fusionsgen von Bedeutung, weil betroffene Patienten in der Regel exzellent auf die Behandlung mit Tyrosinkinaseinhibitoren (TKI) ansprechen. Es wurden allerdings auch TKI-Resistenzen beschrieben, die durch Punktmutationen im PDGFRA-Anteil von FIP1L1::PDGFRA verursacht waren (beispielsweise T674I, PMID: 21818111).

FIP1L1::PDGFRA ist eines von mehreren bei HES/EOL bebachteten Fusionsgenen. Bei Verdacht auf maligne Erkrankung mit Eosinophilie sollte neben der nested-RT-PCR-Untersuchung auf FIP1L1::PDGFRA immer auch eine Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH)-split-Untersuchung der Gene PDGFRA, PDGFRB und FGFR1 erfolgen. Falls sich bei der FISH-Untersuchung ein auffälliger Befund ergibt, kann mit molekularen Methoden weiter nach einem eventuellen Fusionsgen dieser Genloci gesucht werden.

1x/Woche

Somatische FLT3-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen.

Bei akute myeloische Leukämie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Patienten mit FLT3-Aberrationen können u. U. mit Tyrosinkinase-Inhibitoren (TKI) behandelt werden.

1-2x/Woche o. Bedarf

Fremdversand

Bei Gesunden nicht nachweisbar.

Methodik:
Direkter Nachweis der Längenmutation (oft interne Tandemduplikation) mittels PCR auf genomischer Ebene. Detektion auf einem Sequenzer mittels Fragmentlängenanalyse. Daraus lässt sich die ratio,d. h. das Verhältnis von längenmutiertem zu unmutiertem FLT 3 errechnen.

Bei akute myeloische Leukämie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Patienten mit FLT3-Aberrationen können u. U. mit Tyrosinkinase-Inhibitoren (TKI) behandelt werden. Die ratio FLT3(mut.)/FLT3(unmut.) hat prognostische Implikationen.

Somatische FLT3-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen.

Akute myeloische Leukämie, selten auch bei anderen Erkrankungen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Patienten mit FLT3-Mutationen können u. U. mit Tyrosinkinase-Inhibitoren (TKI) behandelt werden.

1x/Woche bzw. bei Bedarf

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung von Exon 2

Bei akuter Megakaryoblastenleukämie (AML FAB M7) mit Down-Syndrom, bzw. im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie oder einer soliden Tumorerkrankung.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

GATA1 auf Chromosom Xp11.23 kodiert für einen Transkriptionsfaktor, der ine zentrale Rolle in der Erythropoese und Megakaryopoese spielt.

Eine Reihe von hereditären Störungen der Hämatopoese (Thrombozytopenien mit oder ohne dyserythropoetische Anämie) wurden auf GATA1-Mutationen zurückgeführt (meist missense-Mutationen).

Somatische GATA1-Mutationen fanden sich häufig bei Down-Syndrom-assoziierter akuter Megakaryoblastenleukämie (FAB M7). Der klinische Verlauf dieser AML-Fälle mit GATA1-Mutation wurde als eher günstiger beschrieben (erhöhte Cytarabin-Sensitivität durch verminderte Expression von Cytidin-Deaminase). Auch bei transienten Down-Syndrom-assoziierten Myeloproliferationen im Neugeborenenalter sind meist GATA1-Mutationen nachweisbar. In der Regel handelt es sich dabei um frameshift-Mutationen (Deletionen, Insertionen).

Nach bisherigen Daten sind GATA1-Mutationen bei hämatologischen Neoplasien im Erwachsenenalter selten.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung der Exons 2 bis 6

Myelodysplastisches Syndrom, akute myeloische Leukämie (besonders CEBPA-doppelt mutiert), Abklärung einer Immundefizienz

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

GATA2 auf Chromosom 3q21.3 kodiert für einen Transkriptionsfaktor, der eine Rolle in der Erythropoese, Megakaryopoese und Mastzellreifung spielt.

Hereditäre GATA2-Alterationen manifestierten sich klinisch zum Teil als Immundefizienz (Defizienz an NK-Zellen, B-Zellen, Monozyten), zum Teil als Prädisposition zu Myelodysplastischen Syndromen bzw. akuter myeloischer Leukämie.

Als somatische Mutationen fanden sich GATA2-Alterationen in einem kleinen Teil der Fälle von MDS und nach Literaturdaten besonders bei CEBPA-doppelt-mutierter AML.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei Myelodysplastischem Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

GNAS auf Chromosom 20q13.32 kodiert für die alpha-Untereinheit des  stimulatorischen G-Proteins (Gsa), das bei vielen Signaltransduktionsprozessen eine Rolle spielt.

Hereditäre GNAS-Mutationen führen ja nach Typ zu verschiedenen klinischen Manifestationen (Ossäre Fehlbildungen, Pseudohyperparathyreodismus, McCune-Albright Syndrom, etc.).

Somatische GNAS-Mutationen wurden bei verschiedenen soliden endokrinen und nicht-endokrinen Tumoren gefunden. Bei Myelodysplastischen Syndromen wurden selten (unter 1 %) GNAS-Mutationen beschrieben.

Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen GNAS-Mutationen sind bisher nicht bekannt.

1x/Woche

DNA-Sequenzierung der Exons 8 und 9

Somatische HRAS-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung der Exons 2 bis 4

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

HRAS auf Chromosom 11p15.5 gehört zu einer Gen-Familie, die drei Mitglieder umfasst (NRAS, KRAS, HRAS). Durch diese Gene werden drei zueinander homologe kleine G-Proteine kodiert, die eine wichtige Rolle bei der Signaltransduktion von Zytokinen oder Wachstumsfaktoren über membranständige Rezeptoren ins Zellinnere spielen. Die Gene der RAS-Familie sind in vielen soliden Tumoren und hämatologischen Malignomen mutiert, wobei in verschiedenen Tumortypen präferenziell verschiedenen RAS-Gene mutiert sind (z. B. in Pankreaskarzinomen fast ausschließlich KRAS, beim Malignen Melanom ganz überwiegend NRAS, beim Blasenkarzinom meist HRAS).

Bei hämatologischen Neoplasien finden sich überwiegend Mutationen in NRAS (in bis zu 10 % der Fälle). Am häufigsten sind die Aminosäurepositionen G12, G13 bzw. Q61 betroffen.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung der Exons 2 und 4

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom. IDH1-Mutationen finden sich auch bei der Mehrheit der Patienten mit Gliomen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die Gene IDH1 auf 2q34 und IDH2 auf 15q26.1 kodieren für zwei genetisch eng verwandte Isocitrat-Dehdrogenasen, deren physiologische Funktion die Decarboxylierung von Isocitrat im Rahmen des Zitrat-Zyklus ist, wobei als Produkt alpha-Ketoglutarat entsteht. Das Enzym IDH1 ist im Zytoplasma lokalisiert, IDH2 dagegen in den Mitochondrien. 
IDH1/2-Mutationen führen zum Verlust der alpha-Ketoglutarat-Bildung. Stattdessen wird 2-Hydroxyglutarat gebildet. Dieses wirkt als kompetitiver Inhibitor gegenüber alpha-Ketoglutarat-abhängigen Dehydrogenasen, wozu sowohl Lysin-Histon-Demethylasen als auch die DNA-Hydroxylasen der TET-Familie zählen. Im Endeffekt resultiert ein gestörtes Histon- und DNA-Methylierungsmuster.

IDH1– oder IDH2-Mutationen finden sich in der Mehrheit der Fälle von Gliomen, in geringerem Prozentsatz bei vielen anderen soliden Tumoren und in etwa 10-20 % der Fälle von akuter myeloischer Leukämie (AML). Nach den bisherigen Daten sind nahezu ausschließlich zwei Aminosäurepositionen in IDH1 Exon 4 betroffen: R132 (meist R132H) und seltener V71 (meist V71I). In IDH2 sind es die Positionen R140 (am häufigsten bei AML, meist R140Q) und R172 (beide Exon 4). IDH1- bzw. IDH2-Mutationen sind häufiger mit RUNX1-, ASXL1– bzw. DNMT3A-Mutationen vergesellschaftet. Nach den bisherigen Daten beinhalten IDH1/2-Mutationen bei myeloischen Erkrankungen keine wesentlichen prognostische Implikationen.

Für mutiertes IDH1 ist der spezifische Inhibitor Ivosidenib im klinischen Einsatz.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung von Exon 4

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die Gene IDH1 auf 2q34 und IDH2 auf 15q26.1 kodieren für zwei genetisch eng verwandte Isocitrat-Dehdrogenasen, deren physiologische Funktion die Decarboxylierung von Isocitrat im Rahmen des Zitrat-Zyklus ist, wobei als Produkt alpha-Ketoglutarat entsteht. Das Enzym IDH1 ist im Zytoplasma lokalisiert, IDH2 dagegen in den Mitochondrien. 
IDH1/2-Mutationen führen zum Verlust der alpha-Ketoglutarat-Bildung. Stattdessen wird 2-Hydroxyglutarat gebildet. Dieses wirkt als kompetitiver Inhibitor gegenüber alpha-Ketoglutarat-abhängigen Dehydrogenasen, wozu sowohl Lysin-Histon-Demethylasen als auch die DNA-Hydroxylasen der TET-Familie zählen. Im Endeffekt resultiert ein gestörtes Histon- und DNA-Methylierungsmuster.

IDH1– oder IDH2-Mutationen finden sich in der Mehrheit der Fälle von Gliomen, in geringerem Prozentsatz bei vielen anderen soliden Tumoren und in etwa 10-20 % der Fälle von akuter myeloischer Leukämie (AML). Nach den bisherigen Daten sind nahezu ausschließlich zwei Aminosäurepositionen in IDH1 betroffen: R132 (meist R132H, in Exon 4) und seltener V71 (meist V71I, Exon 2). In IDH2 sind es die Positionen R140 (am häufigsten bei AML, meist R140Q) und R172 (beide Exon 4). IDH1- bzw. IDH2-Mutationen sind häufiger mit RUNX1-, ASXL1– bzw. DNMT3A-Mutationen vergesellschaftet. Nach den bisherigen Daten beinhalten IDH1/2-Mutationen bei myeloischen Erkrankungen keine wesentlichen prognostische Implikationen.

Für mutiertes IDH2 ist der spezifische Inhibitor Enasidenib im klinischen Einsatz.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei lymphatischen und myeloischen Neoplasien

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

IKZF1 (Synonym IKAROS) auf Chromosom 7q22.1 codiert für einen Transkriptionsfaktor, der eine zentrale Rolle in der Lymphopoese (B-Zellen, NK-Zellen) spielt.

Somatische IKZF1-Punktmutationen, die häufiger frameshift-Mutationen sind, fanden sich in einem kleinen Prozentsatz der Patienten mit myeloischen oder lymphatischen Neoplasien.

Viel häufiger als von Punktmutationen ist der IKZF1-Genlocus von partiellen oder vollständigen Gen-Deletionen betroffen, die z. B. zur Haploinsuffizienz oder zur Bildung dominant-negativer Isoformen führen. Diese Deletionen werden mit dieser Untersuchung nicht erfasst! Hierfür sollten separate PCR-Untersuchungen erfolgen.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung aller kodierenden Genabschnitte

keine Mutation nachweisbar

Methode: DNA-Sequenzierung der JAK2 Exons 12 und 14

Die bei Myeloproliferativen Neoplasien (MPN) bei weitem häufigste somatische Mutation im Gen JAK2 ist die c.1849G>T/p.V617F-Mutation in JAK2 Exon 14. Selten finden sich andere JAK2-Mutationen in den Exons 12 oder 14 (PMID 17267906). Bei diesen Mutationen handelt es sich im missense-Mutationen (Aminosäureaustausche) oder kleine in-frame-Deletionen/Insertionen, die als gain-of-function-Mutationen zur unphysiologischen Aktivierung der JAK2-Tyrosinkinase führen. Klinisch weisen die Patienten das Bild einer Polyzythämie (meist einer isolierten Erythrozytose) auf (PMID 29274140).

Aufgrund der ausgesprochenen Seltenheit dieser Mutationen (weniger als 1 % aller JAK2-mutierten Fälle) sollte die Diagnostik auf JAK2 Exon 12 und 14 Mutationen nicht Bestandteil einer Routine-MPN-Stufendiagnstik sein. Die Diagnostik kann bei klinischen Bild einer Polyzythämia vera, niedrigem Erythropoietin und nicht nachweisbarer JAK2 V617F-Mutation in Erwägung gezogen werden.

Zur Detektion der häufigen JAK2 V617F-Mutation wird die JAK2 Exon 12 und 14-Sequenzierung explizit nicht empfohlen, da die Sequenzierung methodenbedingt eine deutlich geringere Nachweisgrenze hat, als die routinemäßig zur JAK2 V617F-Detektion verwendete quantitative PCR. Kleine JAK2 V617-positive Klone könnten sonst der Detektion entgehen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Für die Bestimmung ist peripheres Blut (EDTA/Citrat) in der Regel ausreichend.

Klinisch weisen Patienten mit JAK2 Exon 12/14-Mutationen (ohne V617F) meist das Bild einer isolierten Erythrozytose auf. Eine therapeutische Wirksamkeit von JAK2-Inhibitoren wie Ruxolitinib kann in der Regel angenommen werden.

1x wöchentlich

keine Mutation nachweisbar

V.a. myeloproliferative Neoplasie.
Mehr als 95 % der Patienten mit Polyzythämia vera weisen die JAK2 V617F-Mutation auf, und etwa die Hälfte der Patienten mit Primärer Myelofibrose (PMF) oder Essentieller Thrombozythämie (ET).

Die JAK2 V617F-Mutation, der eine Punktmutation in JAK2 Exon 14 zugrundeliegt, macht mehr als 99 % aller JAK2-Mutationen aus.

Bei der diagnostischen Abklärung einer vermuteten Myeloproliferativen Neoplasie sollte zunächst die quantitative JAK2 V617F-Bestimmung erfolgen und erst danach gegebenenfalls die JAK2 Exon 12+14-Sequenzierung. Kleine JAK2 V617F-positive Klone können bei der Sequenzierung unter Umständen aufgrund geringerer Sensitivität nicht detektiert werden.

Die Untersuchung erfolgt grundsätzlich quantitativ, d.h. es wird als Ergebnis der Prozentsatz mutierter Allele ausgegeben.
Sowohl für die Erstuntersuchung als auch für die Verlaufsuntersuchungen ist peripheres Blut ausreichend. Knochenmark kann aber auch untersucht werden.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis der JAK2 V617F-Mutation zeigt das Vorliegen einer klonalen malignen hämatologischen Erkrankung, in den meisten Fällen einer myeloproliferativen Neoplasie.
Sehr selten ist die Mutation auch bei anderen malignen hämatologischen Erkrankungen zu finden.

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung von Exon 13

T-lymphoblastiche Leukämie (T-ALL), T-Prolymphozytenleukämie (T-PLL), Sézary-Syndrom, andere T-Zell-Neoplasien. Abklärung eines schweren kombinierten Immundefekts (SCID) mit Defekten der T-Zell- und NK-Zell-Reihe.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

JAK3 auf Chromosom 19p13.11 kodiert für eine intrazelluläre Tyrosinkinase aus der Familie der Janus-Kinasen.
JAK3 spielt eine Rolle bei der terminalen Ausdifferenzierung hämatopoetischer Zellen und bei der Signaltransduktion von Interleukin (IL)-Rezeptoren, die die gemeinsame gamma-Kette (IL2RG) als Bestandteil haben
Hereditäre homozygote JAK3-Mutationen führten zum klinischen Bild einer kombinierten Immundefizienz (SCID, Defekte in T- und NK-Zellen).

Somatische JAK3-Mutationen wurden bei verschiedenen hämatologischen Neoplasien beschrieben (T-PLL, T-ALL, Sézary-Syndrom, …).
Bei Vorliegen von JAK3-Mutationen könnten JAK-Inhibitoren wie Ruxolitinib oder Tofacitinib, etc. wirksam sein.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Methode: DNA-Sequenzierung aller kodierenden Genabschnitte.

Erweiterte Diagnostik bei lymphatischen und myeloischen Neoplasien

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

KDM6A auf Chromosom Xp11.3 kodiert für eine Histon-Lysin-Demethylase.

Hereditäre KDM6A-Mutationen führen klinisch zum Phänotyp eines Kabuki-Syndroms (PMID 23913813).
Somatische KDM6A-Mutationen wurden bei verschiedenen soliden Tumoren sowie hämatologischen Malignomen gefunden. Die höchste Frequenz fand sich mit etwa 10 % beim Multiplen Myelom.

Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen KDM6A-Mutationen sind bisher nicht bekannt.

 bei Bedarf

keine Mutation nachweisbar

V. a. systemische Mastozytose, oder core-binding factor akute myeloische Leukämie (CBF-AML), oder GIST-Tumor.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die quantitative PCR für die Mutation am KIT-Codon 816 ist wesentlich sensitiver als die direkte KIT-Sequenzierung und kann daher auch geringere Mengen dieser Mutation nachweisen. Es kann daher der Fall auftreten, dass die D816-Mutation mittels direkter Sequenzierung nicht nachweisbar ist, wohl aber in der allelspezifischen PCR. Die D816-Mutation ist die häufigste bei Mastozytose oder CBF-AML zu findende KIT-Mutation.
Wenn noch andere Mutationen ausgeschlossen werden sollen, kann eine KIT-Sequenzierung (siehe dort) durchgeführt werden. Diese ist allerdings nur sinnvoll, wenn sich ein hinreichend hoher Anteil an malignen Zellen im Untersuchungsgut befindet.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Methode: cDNA-Sequenzierung oder DNA-Squenzierung

Die Sequenzierung erfolgt wenn immer möglich auf RNA/cDNA-Ebene (bei frischen Material), ansonsten auf Ebene der genomischen DNA (bei fixiertem Material). Bei AML- oder Mastozytose-Verdacht sollte wegen der wesentlich höheren Sensitivität auch eine quantitative PCR für die häufigste KIT-Mutation D816 erfolgen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Bei systemischer Mastozytose finden sich typischerweise KIT-Mutationen, meistens in Exon 17 an Codon D816, seltener in anderen KIT-Exons. Bei core binding factor AML liegen in einem Prozentsatz von 15-40% der Fälle KIT-Mutationen vor, ebenfalls meist in Exon 17, seltener in Exon 8. Es gibt Hinweise, dass diese AML-Patienten eine ungünstigere Prognose haben.
KIT-Mutationen sind typisch für gastrointestinale Stromatumoren (GIST, dort meistens in Exon 11, am zweithäufigsten Exon 9).

Verschiedene KIT-Mutationen zeigen unterschiedliche Empfindlichkeit gegenüber Tyrosinkinase-Inhibitoren:
• KIT D816: Imatinib unwirksam, Wirksamkeit von Midostaurin wurde beschrieben (PMID:15790786)
• Exon 9, 11, 13: Imatinib ist bei GIST-Patienten wirksam (Exon 9 etwas weniger als 11)
• Exon 8: Imatinib scheint wirksam

Bei Imatinib-Resistenz kann Sorafenib wirksam sein.

RNA/cDNA-Sequenzierung der KIT-Exons 8 bis 17, oder DNA-Sequenzierung der KIT-Exons 8, 9, 11, 13 und 17

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte AML/MDS-Diagnostik

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

KMT2A (früherer Name: MLL) auf Chromosom 11q23 codiert für eine Lysin-spezifische Methyltransferase, die eine wichtige Rolle bei der epigenetischen Regulation der Hämatopoese spielt. Durch KMT2A wird u. a. die Expression zahlreicher Homöobox-Gene reguliert.

Somatische KMT2A-Punktmutationen fanden sich in einem kleinen Prozentsatz der Patienten mit myeloischen oder lymphatischen Neoplasien.

Viel häufiger als von Punktmutationen ist der KMT2A-Genlocus bei akuten Leukämien von Translokationen betroffen. Diese Translokationen werden in dieser Untersuchung nicht erfasst! Hierfür sollten separate RT-PCR-Untersuchungen erfolgen.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 5-8.

keine Mutation nachweisbar

KRAS ist ein kleines G-Protein, das eine wichtige Rolle bei Signaltransduktionsprozessen spielt und in einer Vielzahl von soliden und hämatologischen Tumoren mutiert ist. In der Regel betreffen die Mutationen die KRAS-Exons 2 oder 3. Zum Teil hat die Mutations-Detektion wichtige therapeutische Konsequenzen, beispielsweise beim colorektalen Karzinom hinsichtlich der Therapie mit Anti-EGFR-Substanzen. Bei hämatologischen Erkrankungen finden sich KRAS-Mutationen bei Patienten mit akuter myeloischer Leukämie (AML) oder Myelodysplastischem Syndrom (MDS) in unter 10 % der Fälle.  Indikation: erweitere Diagnostik bei MDS und AML, ausgewählte solide Tumorerkrankungen.

EDTA-Knochenmark (wenn immer möglich) oder EDTA-Blut (nur wenn höherer Anteil an malignen Zellen), paraffinfixiertes Tumormaterial

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis einer entsprechenden Mutation bei passender Klinik erhärtet die Verdachtsdiagnose der entsprechenden Erkrankungen und dient ggf. auch zur Therapiestratifizierung.

DNA-Sequenzierung der KRAS-Exons 2 und 3

negativ

Akute myeloische Leukämie, bei zytogenetischem Verdacht auf das Vorliegen einer Translokation t(10;11)(p12;q23).

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die Chromosomentraslokation t(10;11)(p12;q23) führt zur Bildung eines Fusionsgens KMT2A::AF10. Dieses Fusionsgen macht etwa 5-10 % aller MLL-Translokationen bei akuter myeloischer Leukämie aus. Bei akuter lymphatischer Leukämie kommt diese MLL-Aberration praktisch nicht vor.

bei Gesunden nicht nachweisbar

Akute myeloische Leukämie (AML) oder (selten) T-lymphoblastische Leukämie.

EDTA- oder Citrat-Knochenmark,
sofern Blasten im Blut nachweisbar sind, ist auch peripheres Blut möglich

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das KMT2A::AFDN-Fusionsgen entsteht in der Regel durch eine Chromosomentranslokation t(6;11)(q27;q23) bei akuter myeloischer oder T-lymphoblastischer Leukämie. Bei AML gilt das Fusionsgen als prognostisch ungünstig.

bei Gesunden nicht nachweisbar

Akute myeloische Leukämie (AML), bei ALL kommt das Fusionsgen nur sehr selten vor.

EDTA- oder Citrat-Knochenmark,
sofern im Blut Blasten nachweisbar sind, ist auch peripheres Blut möglich

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das KMT2::MLLT3-Fusionsgen ist das molekulare Korrelat für die Chromosomentranslokation t(9;11)(p21;q23) bei akuter myeloischer Leukämie. Im Allgemeinen gilt diese Aberration als prognostisch günstiger als die anderen MLL/KMT2A-Translokationen.

bei Gesunden nicht nachweisbar

Akute myeloische Leukämie (AML) oder (selten) T-lymphoblastische Leukämie

EDTA- oder Citrat-Knochenmark,
sofern Blasten im Blut nachweisbar sind, ist auch peripheres Blut möglich

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das KMT2A::ELL-Fusionsgen ist das molekulare Korrelat für die Chromosomentranslokation t(11;19)(q23;p13.1) bei akuter myeloischer oder T-lymphoblastischer Leukämie.

bei Gesunden nicht nachweisbar

CD10-negative B-lymphoblastische Leukämie (ALL), T-Linien-ALL im Kindesalter, akute myeloische Leukämie

EDTA- oder Citrat-Knochenmark,
sofern Blasten im Blut nachweisbar sind, ist auch peripheres Blut möglich

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das KMT2A::MLLT1-Fusionsgen entsteht durch die Chromosomentranslokation t(11;19)(q23;p13.3).

Bei B-Linien-ALL-Patienten liegt durchflusszytometrisch praktisch immer ein CD10-negativer B-Linien-ALL-Phänotyp vor („pro B-ALL“), meist mit Koexpression des NG2-Antigens (PMID: 19144982). Sehr selten wurde das Fusionsgen auch bei T-Linien-ALL im Kindes- und Jugendalter beschrieben. Bei AML findet sich KMT2A::MLLT1 typischerweise, aber nicht ausschließlich beim FAB M5-Subtyp.

nicht nachweisbar

KMT2A::EPS15 ist ein Fusionsgen, das durch die Translokation t(1;11)(p32;q23) gebildet wird. Es gehört zu den 8 häufigsten KMT2A-Fusionsgenen bei akuten Leukämien. Es ist sowohl bei akuter myeloischer Leukämie (AML), als auch (seltener) bei akuter lymphatischer Leukämie (ALL) zu finden. Die Diagnostik ist z. B. sinnvoll bei vorherigem zytogenetischem Nachweis einer t(1;11)(p32;q23).

EDTA-Knochenmark (wenn immer möglich) oder EDTA-Blut (nur wenn höherer Anteil an malignen Zellen), paraffinfixiertes Tumormaterial

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Der Nachweis des MLL::EPS15-Fusionsgenes spricht für das Vorliegen einer Translokation t(1;11)(p32;q23).

bei Gesunden nicht nachweisbar

Akute myeloische Leukämie (AML), bei ALL kommt die KMT2A-PTD nur als Rarität vor.

EDTA-oder Citrat-Knochenmark,
sofern im Blut Blasten nachweisbar sind, ist auch peripheres Blut möglich

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Eine partielle Tandem-Duplikation des KMT2A-Gens (KMT2A-PTD) findet sich bei ca. 8% der Patienten mit akuter myeloischer Leukämie.

keine Mutation nachweisbar

V. a. MPN, insbesondere bei Primärer Myelofibrose oder Essentieller Thrombozythämie

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

MPL-Mutationen finden sich in einem variablen Prozentsatz (unter 10%) der Patienten mit PMF oder ET. Am häufigsten findet sich die MPL W515L-Mutation. Im Rahmen der Diagnostik wird das MPL-Exon 10 untersucht.

1x wöchentlich

Bei Gesunden nicht nachweisbar.

Akute myeloische Leukämie, bei der eine NPM1-Mutation früher nachgewiesen wurde. Die Art der NPM1-Mutation (z. B. Typ A) muss  bekannt sein.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die Art der NPM1-Mutation (z. B. Typ A) muss bekannt sein.

Mittels quantitativer Untersuchung von NPM1-Mutationen kann der Remissionsstatus einer NPM1-positiven  AML bestimmt werden.

1-2x/Woche o. Bedarf

Bei Gesunden nicht nachweisbar.

Bei akute myeloische Leukämie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Die Sequenzierung ist in der Regel nur bei Erstdiagnose sinnvoll. Für Verlaufsuntersuchungen sollte eine quantitative PCR durchgeführt werden.

Mutationen im Gen NPM1 (Nucleophosmin) finden sich in etwa 20-30 % der Fälle von akuter myeloischer Leukämie. Die betroffenen Patienten zeigen zytogenetisch häufig einen normalen Karyotyp. Bei den Mutationen handelt es sich meist um eine 4-Basen-Insertion in Exon 12 von NPM1, die zu einer Leserahmenverschiebung und einem veränderten Carboxy-Terminus des NPM1-Proteins führt. Infolgedessen kommt es zu einer abnormen zytoplasmatischen Lokalisation von NPM1.

Isolierte NPM1-Mutationen bei AML sind mit einer günstigen Prognose verbunden. 

NPM1-Mutationen eignen sich als molekularer Marker für den Nachweis von minimaler Resterkrankung (MRD).

Die häufgsten Mutationen sind die im Folgenden aufgeführten. Sie machen zusammen etwa 93 % aller NPM1-Mutationen aus.

* Typ A (c.863_864dupTCTG) in ca. 70 %
* Typ B (c.863_864insCATG) in ca. 11 %
* Typ D (c.863_864insCCTG) in ca. 8 %
* Typ I (c.863_864insCTTG) in ca. 2 %
* Typ J (c.863_864insCCGG) in ca. 1 %
* Typ K (c.863_864insCCAG) in ca. 1 %

Es sind mindestens 35 weitere Mutationstypen beschrieben, die die restlichen 7 % ausmachen, und von denen jede mit einer Häufigkeit von unter 1 % auftritt.

Die häufigsten Begleitmutationen bei NPM1-Mutation betreffen DNMT3A (ca. 50 %), FLT3 (Längenmutation, ca. 40 %), NRAS (ca. 20 %), diverse Kohäsin-Gene (ca. 20 %), IDH1 und IDH2 (je ca. 15 %), TET2 (ca. 15 %), PTPN11 (ca. 15 %; Zahlen nach PMID 27895058). Insbesondere DNMT3A und FLT3-LM als Begleitaberration verschlechtern die Prognose.

Durchführungshäufigkeit: 1-2x/Woche o. Bedarf

Somatische NRAS-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung der Exons 2 bis 4

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

NRAS auf Chromosom 1p13.2 gehört zu einer Gen-Familie, die drei Mitglieder umfasst (NRAS, KRAS, HRAS). Durch diese Gene werden drei zueinander homologe kleine G-Proteine kodiert, die eine wichtige Rolle bei der Signaltransduktion von Zytokinen oder Wachstumsfaktoren über membranständige Rezeptoren ins Zellinnere spielen. Die Gene der RAS-Familie sind in vielen soliden Tumoren und hämatologischen Malignomen mutiert, wobei in verschiedenen Tumortypen präferenziell verschiedenen RAS-Gene mutiert sind (z. B. in Pankreaskarzinomen fast ausschließlich KRAS, beim Malignen Melanom ganz überwiegend NRAS, beim Blasenkarzinom meist HRAS).

Bei hämatologischen Neoplasien finden sich überwiegend Mutationen in NRAS (in bis zu 10 % der Fälle). Am häufigsten sind die Aminosäurepositionen G12, G13 bzw. Q61 betroffen.

1x/Woche

NUP98::NSD1 ist bei Gesunden nicht nachweisbar

Erweiterte AML-Diagnostik, Verlaufskontrolle einer bekannt NUP98::NSD1-positiven akuten myeloischen Leukämie

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das Fusionsgen NUP98::NSD1 kommt durch eine Chromosomentranslokation t(5;11)(q35;p15.5) zustande, die in der Regel konventionell-zytogenetisch nicht erkennbar ist. Bei pädiatrischer AML wurde die Häufigkeit mit bis zu 15 % angegeben, bei AML im Erwachsenenalter mit etwa 2-3 %. In mehr als 50 % der Fälle liegt gleichzeitig eine FLT3-Längenmutation vor. Die Prognose von Patienten mit NUP98::NSD1 wurde als eher ungünstig beschrieben.

1x/Woche

PAX5::ETV6 ist bei Gesunden nicht nachweisbar.

Zur weiteren molekularen Charakterisierung beim zytogenetischen Nachweis einer dic(9;12)(p13;p13), oder bei Nachweis einer PAX5-Alteration z B. mittels FISH.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

PAX5 auf 9p13.2 ist ein ubiquitär exprimiertes Gen, das für einen Transkriptionsfaktor kodiert, der im Rahmen der Hämatopoese eine wichtige Rolle bei der B-Zell-Reifung spielt. ETV6 (Syn: TEL) auf 12p13.2 kodiert für einen Transkriptionsfaktor aus der ets-Familie.
Bei einem kleinen Teil der Fälle von B-Linien-akuter lymphatischer Leukämie ist ein Fusionsgen PAX5::ETV6 nachweisbar. Zytogenetisch entspricht dem meist eine dic(9;12)(p13;p13). Die Prognose der betroffenen Patienten wurde als sehr günstig beschrieben (vgl. PMID 12764378).

1x/Woche

PCM1::JAK2 ist bei Gesunden nicht nachweisbar

Hypereosinophile (definitionsgemäß >1,5/nl Eosinophile)

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das seltene Fusionsgen PCM1::JAK2 kommt durch eine Translokation t(8;9)(p22;p24) zustande und findet sich sowohl bei lymphatischen, als auch myeloischen Neoplasien. In mehr als der Hälfte der bisher in der Literatur beschriebenen Fälle lag klinisch eine Myeloproliferative Neoplasie (MPN) vor. Bei diesen MPN-Fällen handelte es sich am häufigsten um Eosinophilenleukämien/Hypereosinophile Syndrome (EOL/HES), atypische chronische myeloische Leukämien (aCML, BCR::ABL1-neg.) oder Primäre Myelofibrosen (PMF). PCM1::JAK2 wurde jedoch auch bei Fällen von akuter myeloischer Leukämie und akuter lymphatischer Leukämie mit B- oder T-lymphatischer Differenzierung beschrieben (PMID 24913195, 23400675). Nach Fallberichten kann durch Ruxolitinib- Gabe bei den MPN-Patienten mit PCM1::JAK2 eine zumindest passagere Remission induziert werden (PMID 26202607, 25260694).

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung aller 9 codierenden Exons

V. a. T-lymphoblastische Leukämie (T-ALL), oder im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

PHF6 auf Chromosom Xq26.2 kodiert für einen Transkriptionsfaktor, der eine Rolle bei der X-Chromosom-Inaktivierung spielt.
Mutationen in PHF6 führen zu einer gestörten X-Chromosom-Inaktivierung. Bei T-lymphoblastischer Leukämie (T-ALL) fanden sich in ca 15-40 % der Fälle PHF6-Mutationen. Die akzentuiert männliche Prädominanz bei dieser Erkrankung wurde zumindest zum Teil durch diese Mutationen erklärt. Die meisten der PHF6-mutierten T-ALL-Patienten wiesen eine Überexpression eines der beiden Homöobox-Gene TLX1 (HOX11) oder TLX3 (HOX11L2) auf.

1x/Woche

bei Gesunden nicht nachweisbar

V.a. Promyelozytenleukämie (AML FAB M3)

am Besten Knochenmark 5 ml
sofern im Blut auch Blasten nachweisbar sind auch EDTA- oder CItrat (10 ml)

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das PML::RARA-Fusionsgen ist das molekulare Korrelat für die Chromosomentranslokation t(15;17). Der Nachweis beweist das Vorliegen einer akuten Promyelozytenleukämie (AML FAB M3).

Je nach genauer Lokalisation der Chromosomenbruchpunkte werden verschiedene chimäre Transkripte gebildet (Notation nach PMID: 10602411):
* bcr1 (Fusion von PML Exon 6 mit RARA Exon 3) in ca 55 %
* bcr2 (trunkiertes Exon 6 mit Exon 3) in ca. 5 %
* bcr3 (Exon 3 mit Exon 3) in ca. 40 %
Andere Transkriptvarianten sind Raritäten.
Die Transkriptvariate ist von Bedeutung bei Verlaufsuntersuchungen mittels quantitativer RT-PCR, da hier transkriptspezifische RT-PCRs durchgeführt werden.

PML::RARA ist häufig mit einer FLT3-Längenmutation (in ca. 35 %), einer FLT3::TKD (in ca. 15 %) oder einer WT1-Mutation (in ca. 15 %) vergesellschaftet (Zahlen nach PMID 27895058).

bei Gesunden nicht nachweisbar

Verlaufsuntersuchung bei bekannter PML::RARA-positiver akuter myeloischer Leukämie.
Die Transkriptvariante von Erstdiagnose (bcr1, bcr2 oder bcr3) sollte bekannt sein.

EDTA- oder Citrat-Knochenmark (peripheres Blut liefert unsichere Ergebnisse)

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das relative PML::RARA-Transkriptniveau erlaubt eine Aussage über den Remissionsstatus der Promyelozytenleukämie.

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung der Exons 5 und 7

V. a. T-lymphoblastische Leukämie (T-ALL), oder im Rahmen der weiteren Abklärung einer hämatologischen Neoplasie.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

PTEN auf Chromosom 10q23.31 ist ein ubiquitär exprimiertes Gen, das für eine Lipid- und Protein-Phosphatase kodiert. PTEN wirkt damit als Antagonist zum einen der Phosphatidyl-Inositol 3-Kinase (PI3K) und zum anderen der MAP-Kinasen. Durch die Inhibition der PI3K/AKT- und MAPK-Signalwege, die in Tumoren häufig gesteigert sind, fungiert PTEN als Tumorsuppressor. Inaktivierende PTEN-Mutationen finden sich bei vielen Tumorentitäten. Bei hämatologischen Neoplasien wurden inaktivierende PTEN-Mutationen vor allen bei T-Linien-ALL beschrieben.

1x/Woche

Somatische PTPN11-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie oder Myelodysplastischem Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

PTPN11 auf Chromosom 12q24.13 codiert für eine Protein-Tyrosinphosphatase, die als Antagonist von Tyrosinkinasen wirkt. PTPN11 spielt eine Rolle bei der Stimulation des RAS/MAPK/ERK1/2-Signalweges. 

Hereditäre PTPN11-Mutationen äußern sich klinisch als Noonan-Syndrom (PMID: 26341048, OMIM 163950).

Somatische PTPN11-Mutationen wurden in bis zu 35 % der Patienten mit juveniler myelomonozytärer Leukämie (JMML) detektiert. Die Mutationen betreffen meist die N-SH2 bzw. PTP-Domäne von PRPN11.

Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen PTPN11-Mutationen sind bisher nicht bekannt.

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 3 und 13

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung des gesamten Gens (12 Exons)

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie, Myelodysplastischem Syndrom oder anderen myeloischen Erkrankungen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

RAD21 auf Chromosom 8q24.11 kodiert für ein Protein aus der Gruppe der Kohäsine. Kohäsine haben die Funktion, die Schwesterchromatiden bei der Zellteilung nach der DNA-Verdopplung zusammenzuhalten, bis diese während der Mitose getrennt und auf die Tochterzellen verteilt werden. Beim Menschen umfasst der Kohäsin-Komplex vier Proteine: SMC1A, SMC3, RAD21, und entweder STAG1 oder STAG2.
Hereditäre Mutationen in Kohäsin-Genen führen meist autosomal dominant zum klinischen Bild des sogenannten Cornelia de Lange-Syndroms (Gesichtsdysmorphie, Wachstumsverzögerung, mentale Retardierung, Gliedmaßenabnormalitäten; OMIM 122470 und 300590)
Somatische RAD21-Mutationen wurden bei einem Teil der Fälle (bis ca. 5 %) von akuter myeloischer Leukämie beschrieben. Dabei handelte es sich um frameshift-Mutationen, die zu einer Protein-Trunkierung führten. In ähnlicher Frequenz waren solche Mutationen bei Myelodysplastischen Syndromen, sowie chronischer myelomonozytärer Leukämie (CMML) zu finden, und deutlich seltener bei Myeloproliferationen (MPN).
Auch bei verschiedenen soliden Tumorentitäten wurden RAD21-Mutationen selten beschrieben.

Über eine mögliche prognostische Bedeutung oder mögliche therapeutische Implikationen von somatischen Mutationen in RAD21 ist bisher nichts bekannt.

1x/Woche

bei Gesunden nicht nachweisbar

Verdacht auf akute myeloische Leukämie

bevorzugt EDTA- oder Citrat-Knochenmark;
sofern im Blut Blasten nachweisbar sind ist auch peripheres Blut möglich

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das RUNX1::RUNX1T1 (Synonym: AML1::ETO)-Fusionsgen ist das molekulare Korrelat für die Chromosomentranslokation t(8;21)(q22;q22) bei akuter myeloischer Leukämie.

RUNX1::RUNX1T1 definiert eine Gruppe von AML-Patienten mit günstiger Prognose. Die am häufigsten begleitend mutierten Gene sind: KIT (ca. 25 %), NRAS (ca. 20 %), diverse Kohäsine (zusammen ca. 20 %), ASXL1 (ca. 10 %; Zahlen nach PMID 27895058).

bei Gesunden nicht nachweisbar

Verlaufsuntersuchung bei bekannter RUNX1::RUNX1T1 (AML1::ETO) -positiver akuter myeloischer Leukämie

EDTA- oder Citrat-Knochenmark; peripheres Blut liefert unsichere Ergebnisse

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das relative RUNX1::RUNX1T1-Transkriptniveau erlaubt eine Aussage über den Remissionsstatus der AML.

keine Mutation nachweisbar

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom. RUNX1-Mutationen sind zu unterscheiden von der häufigen Translokation t(8;21) mit Fusionsden RUNX1-RUNX1T1. Diese Translokation wird in der RUNX1-Sequenzierung nicht nachgewiesen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

RUNX1 (Synonym: AML1, CBFA2) auf 21q22.12 codiert für ein Protein, das Bestandteil des core binding factor-Transkriptionsfaktor-Komplexes ist. RUNX1 ist Bestandteil verschiedener rekurrenter Chromosomentranslokationen bei akuten Leukämien (hauptsächlich t(8;21) bei AML, t(12;21) bei ALL). Mutationen in RUNX1 betreffen schwerpunktmäßig die runt-Proteindomäne (codiert durch die Exons 3-5), finden sich aber auch außerhalb davon. Dabei handelt es sich um missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche), nonsense-Mutationen (vorzeitige Stopcodons) oder frameshift-Mutationen (Leserahmenverschiebungen), selten auch Insertionen/Deletionen. Die Mutationen vermitteln je nach Typ eine Haploinsuffizienz oder einen dominant negativen Effekt. Sowohl bei AML als auch bei MDS gelten RUNX1-Mutationen als prognostisch ungünstig.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung von Exon 4

Verdacht auf akute myeloische Leukämie oder Myelodysplastisches Syndrom. Erbliche SETBP1-Mutationen finden sich bei Schinzel-Giedion-Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

SETBP1 („SET-binding protein 1“) auf Chromosom 18q12.3 kodiert für ein ca. 170 kD Protein, dessen physiologische Funktionen bisher wenig charakterisiert sind. Bei verschiedenen myeloischen Neoplasien wurden Mutationen in SETBP1 detektiert. Klinisch wiesen die betroffenen Patienten häufiger das Bild einer atypischen chronischen myeloischen Leukämie auf (aCML, in bis zu 30 % der Fälle mutiert). SETBP1-Mutationen fanden sich auch in einem variablen Prozentsatz der Fälle von Myelodysplastischen Syndromen sowie MDS/MPN-Mischformen wie CMML und JMML (bis zu 10 %) und bei einem Teil der Fälle von chronischer Neutrophilenleukämie (CNL). Die Mutationen betreffen in aller Regel die Ski-Homologie-Domäne (kodiert in Exon 4) und sind missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche). Die am häufigsten mutiert gefundenen Aminosäurepositionen sind D868N, G870S und I871T. Einige Autoren beschrieben eine ungünstige Prognose für Patienten mit SETBP1-Mutationen.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Verdacht auf Myelodysplastisches Syndrom, typischerweise Refraktäre Anämie mit Ringsideroblasten (RARS). Gelegentlich sind SF3B1-Mutationen auch bei anderen myeloischen Erkrankungen (AML, MPN) zu finden.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

SF3B1 auf Chromosom 2q33.1 codiert für ein Protein, das an mRNA-Spleißprozessen beteiligt ist. Der Nachweis einer SF3B1-Mutation beweist das Vorliegen einer klonalen malignen Zellpopulation (meistens Refraktäre Anämie mit Ringsideroblasten, gelegentlich andere MDS, MDS/MPN-Mischformen wie RARS-T, seltener auch AML, MPN, CLL).
SF3B1-Mutationen treten vor allem in der heat domain repeats (HD) 4-9 -Region auf (Codons 580–790), finden sich vereinzelt jedoch auch außerhalb davon.

In mehr als 50 % der Fälle ist die Aminosäureposition K700 betroffen (K700E), weitere hot spots sind K666, H662 und R625 (PMID: 22200771). In der Regel handelt es sich um missense-Mutationen (Aminosäureaustausche). Für MDS-Patienten mit RARS und SF3B1-Mutation wurde eine günstige Prognose beschrieben, bei CLL waren sie dagegen eher ungünstig (PMID: 25957392, 22200771).

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 12 bis 16

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung der Exons 2, 11, 16, 17

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie, Myelodysplastischem Syndrom oder anderen myeloischen Erkrankungen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

SMC1A auf Chromosom Xp11.22 kodiert für ein Protein aus der Gruppe der Kohäsine. Kohäsine haben die Funktion, die Schwesterchromatiden bei der Zellteilung nach der DNA-Verdopplung zusammenzuhalten, bis diese während der Mitose getrennt und auf die Tochterzellen verteilt werden. Beim Menschen umfasst der Kohäsin-Komplex vier Proteine: SMC1A, SMC3, RAD21, und entweder STAG1 oder STAG2.
Hereditäre Mutationen in Kohäsin-Genen führen meist autosomal dominant zum klinischen Bild des sogenannten Cornelia de Lange-Syndroms (Gesichtsdysmorphie, Wachstumsverzögerung, mentale Retardierung, Gliedmaßenabnormalitäten; OMIM 122470 und 300590)
Somatische SMC1A-Mutationen wurden bei einem Teil der Fälle (bis ca. 5 %) von akuter myeloischer Leukämie beschrieben. Dabei handelte es sich meist um missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche). In ähnlicher Frequenz waren solche Mutationen bei Myelodysplastischen Syndromen, sowie chronischer myelomonozytärer Leukämie (CMML) zu finden, und deutlich seltener bei Myeloproliferationen (MPN).
Auch bei verschiedenen soliden Tumorentitäten wurden SMC1A-Mutationen selten beschrieben.

Über eine mögliche prognostische Bedeutung oder mögliche therapeutische Implikationen von somatischen SMC1A-Mutationen ist bisher nichts bekannt.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie, Myelodysplastischem Syndrom oder anderen myeloischen Erkrankungen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

SMC3 auf Chromosom 10q25.2 kodiert für ein Protein aus der Gruppe der Kohäsine. Kohäsine haben die Funktion, die Schwesterchromatiden bei der Zellteilung nach der DNA-Verdopplung zusammenzuhalten, bis diese während der Mitose getrennt und auf die Tochterzellen verteilt werden. Beim Menschen umfasst der Kohäsin-Komplex vier Proteine: SMC1A, SMC3, RAD21, und entweder STAG1 oder STAG2.
Hereditäre Mutationen in Kohäsin-Genen führen meist autosomal dominant zum klinischen Bild des sogenannten Cornelia de Lange-Syndroms (Gesichtsdysmorphie, Wachstumsverzögerung, mentale Retardierung, Gliedmaßenabnormalitäten; OMIM 122470 und 300590)
Somatische SMC3-Mutationen wurden bei einem Teil der Fälle (bis ca. 5 %) von akuter myeloischer Leukämie beschrieben. Dabei handelte es sich meist um missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche). In ähnlicher Frequenz waren solche Mutationen bei Myelodysplastischen Syndromen, sowie chronischer myelomonozytärer Leukämie (CMML) zu finden, und deutlich seltener bei Myeloproliferationen (MPN).
Auch bei verschiedenen soliden Tumorentitäten wurden SMC3-Mutationen selten beschrieben.

Über eine mögliche prognostische Bedeutung oder mögliche therapeutische Implikationen von somatischen SMC3-Mutationen ist bisher nichts bekannt.

1x/Woche

DNA-Sequenzierung der Exons 10, 13, 19, 23, 25, 26

keine Mutation nachweisbar

Verdacht auf Myelodysplastisches Syndrom. Gelegentlich sind SRSF2-Mutationen auch bei anderen myeloischen Erkrankungen (MDS/MPN-Mischformen, MPN, AML) zu finden.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

SRSF2 auf Chromosom 17q25 codiert für ein Protein, das am Spleißapparat beteiligt ist. Der Nachweis einer SRSF2-Mutation beweist das Vorliegen einer klonalen malignen Zellpopulation (meistens MDS, gelegentlich MDS/MPN-Mischformen wie CMML, MPN wie Primäre Myelofibrose und Systemische Mastozytose, seltener auch  AML).

DNA-Sequenzierung des ersten  Exons

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

DNA-Sequenzierung des gesamten Gens

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie, Myelodysplastischem Syndrom oder anderen myeloischen Erkrankungen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

STAG2 auf Chromosom Xq25 kodiert für ein Protein aus der Gruppe der Kohäsine. Kohäsine haben die Funktion, die Schwesterchromatiden bei der Zellteilung nach der DNA-Verdopplung zusammenzuhalten, bis diese während der Mitose getrennt und auf die Tochterzellen verteilt werden. Beim Menschen umfasst der Kohäsin-Komplex vier Proteine: SMC1A, SMC3, RAD21, und entweder STAG1 oder STAG2.
Hereditäre Mutationen in Kohäsin-Genen führen meist autosomal dominant zum klinischen Bild des sogenannten Cornelia de Lange-Syndroms (Gesichtsdysmorphie, Wachstumsverzögerung, mentale Retardierung, Gliedmaßenabnormalitäten; OMIM 122470 und 300590)
Somatische STAG2-Mutationen wurden bei einem Teil der Fälle (bis ca. 5 %) von akuter myeloischer Leukämie beschrieben. Dabei handelte es sich meist um frameshift-Mutationen, die zu einem trunkierten Protein führten. In ähnlicher Frequenz waren solche Mutationen bei Myelodysplastischen Syndromen, sowie chronischer myelomonozytärer Leukämie (CMML) zu finden, und deutlich seltener bei Myeloproliferationen (MPN).
Nach Literaturdaten sind STAG2-Mutationen bei AML relativ spezifisch für sekundäre AML (sAML; PMID 25550361).

Auch bei verschiedenen soliden Tumorentitäten wurden STAG2-Mutationen selten beschrieben.

Über eine mögliche prognostische Bedeutung oder mögliche therapeutische Implikationen von somatischen STAG2-Mutationen ist bisher nichts bekannt.

1x/Woche

keine Mutation nachweisbar

Myelodysplastische Syndrome (MDS), Myeloproliferative Neoplasien (MPN), MPN/MDS-Mischformen (z. B. CMML), akute myeloische Leukämie (AML). Bei MDS zählen TET2-Mutationen zu den am häufigsten detektierbaren genetischen Aberrationen (in ca. 10-20 % der Patienten). Bei MPN und AML sind sie in unter 5-10 % der Patienten zu finden. Bei MPN -Verdacht sollten zunächst die häufigeren genetischen Aberrationen (BCR::ABL1, JAK2 V617F, CALR, MPL) ausgeschlossen werden, bevor an eine TET2-Diagnostik gedacht wird.

Einsendung Untersuchungsmaterial:Knochenmark 5 ml, (blastenhaltiges) Blut 10 ml

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das TET2-Gen auf Chromosom 4q24 kodiert für ein Protein, das an epigenetischen Prozessen beteiligt ist. Es katalysiert die Umwandlung von 5-Methylcytosin (5mC) zu 5-Hydroxymethylcytosin (5hmC). Letzteres wird zu 5-Formylcytosin (5fC) und 5-Carboxylcytosin (5caC) prozessiert. Im Endeffekt führen diese Prozesse zu einer Demethylierung von CpG-Inseln. Es gibt Evidenzen, dass TET2-Mutationen mit einem besseren Ansprechen auf die Therapie mit demethylierenden Agentien (5-Azacytidin, Decitabin) einhergehen (PID 25224413, 24045501). Hinsichtlich der prognostischen Wertigkeit besteht noch keine einheitliche Einschätzung.

Sequenzierung aller 12  codierenden Exons des gesamten Gens

keine Mutation nachweisbar

Chronische lymphatische Leukämie, akute myeloische Leukämie, Myelodysplastisches Syndrom, spezielle solide Tumorerkankungen

Tumormaterial (möglichst frisch und unfixiert, ggf. Formalin-fixiert), bei hämatologischen Neoplasien sollte das Material einen möglichst hohen Gehalt an maligenen Zellen haben.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

Das Tumorsuppressor-Protein p53 spielt eine zentrale Rolle als „guardian of the genome“. Zellulärer Streß, wie DNA-Schädigung, Onkogen-Aktivierung, Hypoxie o. a. führt zur Aktivierung von p53. Letztere führt dann zur Induktion verschiedener zellulärer Kontext-abhängiger Antworten, wie Apoptose-Induktion, Zellzyklusarrest, Seneszenz, etc. Bei vielen malignen Erkrankungen finden sich Mutationen im Gen TP53 auf Chromosom 17p13, das für p53 codiert. Bei chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) gibt es besondere Therapieempfehlungen für  Patienten mit TP53-Mutationen. Eine molekulare Testung auf TP53-Mutationen sollte mit einer zytogenetischen (FISH)-Testung auf 17p-Deletion verbunden sein um damit eine mögliche TP53-Deletion zu erkennen (separate Einsendung in die Zytogenetik).

Das TP53-Gen umfasst 11 Exons, die für 393 Aminosäuren kodieren.
In den Exons 4-8 finden sich überwiegend (>80 %) missense-Mutationen (Aminosäure-Austausche).
In den übrigen Exons machen dagegen frameshift– und nonsense-Mutationen (Leserahmen-Verschiebungen, Stopcodons) etwa die Hälfte aller gefundenen Mutationen aus.
Die 10 bei Tumoren global am häufigsten mutierten Aminosäure-Positionen sind die folgenden (in absteigender ungefährer Häufigkeit): R248, R273, R175, G245, R282, R249, R213, Y220, C176, H179. Zusammen machen sie mehr als 95 % der gefundenen Mutationen aus und führen alle zu einer praktisch kompletten funktionellen Inaktivierung des TP53-Proteins.

Bei hämatologischen Erkrankungen (CLL, AML, B-NHL, …) finden sich TP53-Mutationen in etwa 5-10 % der Fälle.
Im Allgemeinen gelten TP53-Mutationen als prognostisch ungünstig.

Sequenzierung der Exons 2-11

Somatische U2AF1-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

Verdacht auf Myelodysplastisches Syndrom. Gelegentlich sind U2AF1-Mutationen auch bei anseren myeloischen Erkrankungen (AML, MPN) zu finden.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

U2AF1 auf Chromosom 21q22 codiert für ein Protein, das an mRNA-Spleißprozessen beteiligt ist. Der Nachweis einer U2AF1-Mutation beweist das Vorliegen einer klonalen malignen Zellpopulation (meistens MDS, selten auch andere hämatologische Erkrankungen – MDS/MPN, MPN, AML). Die Mutationen betreffen spezifisch zwei Aminosäurepositionen in den Zinkfinger 1- und 2 (ZF1, ZF2)-Domänen (S34F, S34Y, sowie Q157R, Q157P) und sind missense-Mutationen (Aminosäureaustausche).

1x/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 1 und 6.

Somatische WT1-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

Erweiterte Diagnostik bei akuter myeloischer Leukämie oder Myelodysplastischem Syndrom.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

WT1 auf Chromosom 11p13 codiert für einen Zinkfinger-Transkriptionsfaktor, der für die normale Entwicklung des Urogentalsystems und mesenchymaler Gewebe von Bedeutung ist.
WT1 ist in zahlreichen soliden und hämatopoetischen Tumoren überexprimiert und wurde als Zielstruktur für immuntherapeutische Ansätze verwendet.

Somatische WT1-Punktmutationen fanden sich bei einer Reihe von soliden Tumoren und in etwa 5 % der Fälle von akuter myeloischer Leukämie (AML).

Nach Literaturdaten waren WT1-Mutationen häufiger mit CEBPA-Mutationen, PML-RARA bzw. FLT3-LM assoziiert.  Bei AML mit normalem Karyotyp und WT1-Mutationen wurde ein verkürztes ereignisfreies Überleben beschrieben (PMID 25110071).

1/Woche
DNA-Sequenzierung der Exons 7 und 9

Somatische ZRSR2-Mutationen sind bei Gesunden nicht nachweisbar, davon zu unterscheiden sind Polymorphismen

DNA-Sequenzierung des gesamten Gens

Erweiterte Diagnostik bei Myelodysplastischem Syndrom oder anderen myeloischen Erkrankungen.

Bitte unterschriebene Einverständniserklärung zur Durchführung von genetischen Untersuchungen und ggf. zur Aufbewahrung von Probenmaterial in einer Probenbank (Link) beifügen. Diese Einverständniserklärung ist auch Bestandteil der Anforderungsscheine (Link).

ZRSR2 auf Chromosom Xp22.2 kodiert für ein Protein, das an RNA-Spleißprozessen beteiligt ist.

Somatische ZRSR2-Mutationen wurden bei einem Teil der Fälle (unter 5 %) von Myelodysplastischem Syndrom beschrieben.
Nach Literaturdaten sind ZRSR2-Mutationen bei AML relativ spezifisch für sekundäre AML (sAML; PMID 25550361).

Eine prognostische Bedeutung oder therapeutische Implikationen von somatischen ZRSR2-Mutationen sind bisher nicht bekannt.

1x/Woche